Астрономия и микроскопия

Судя по тому, что я почитал и поискал - обычно просто пользуются вспышкой.
Например, конструкцию приводят вот тут снизу страницы по ссылке:
https://www.photomacrography.net/forum/ ... t=ciliates

Но вообще, мне кажется что проблема не только в скорости съёмки - дело ещё в низком контрасте таких объектов в светлом поле и в малой ГРИП объективов.
Потому как попадаются в сети снимки снятые всего-то 1/160, которые демонстрируют прекрасную читаемость жгутиков и совершенно доступны с постоянным освещением. Благодаря чему? Видимо, тому, что используются либо дифференциально-интерференционный контраст, помимо контраста ещё и подчёркивающий "рельеф" объекта, либо фазовый контраст, который в принципе, за счёт фазового кольца всегда делает апертуру несколько меньше, что тоже увеличивает ГРИП, а жгутики видны не в пример контрастнее и чётче, нежели в светлом поле.

В конце-концов, если верить наспех собранным данным (внимательно не рыл, так как это тема "не моя" - мой интерес тут любительский чисто) - частота движений жгутиков - достигает порядка 50 колебаний в секунду. Может быть где-то когда-то и больше, но спец. литература, попавшаяся наскоро, такую цифру называет.
В конце-концов это совсем не запредельно, ведь даже видеосъёмка с частотой 60 кадров в секунду, позволяет вполне нормально различать жгутики и эти колебания, а если при этом снято не в светлом поле, а в ФК или ДИК, а объект достаточно крупный, чтобы использовать объективы не близкие предельным по апертуре, а поскромнее, у которых и ГРИП выше и дифракционное размытие слабее заметно при съёмке - то всё тем более вменяемо видно.

Так что вопрос контраста тут, как по мне - не менее важен, чем скорость съёмки.

У одного спеца наткнулся на слова, что "галогенка 100ватт - почти достаточно")) Полагаю, если имеется камера с электронным затвором, а со вспышкой связываться не хочется, то можно при кратковременном включении сильного осветителя, успеть сделать серию снимков (скорость серии 15-20 кадров в секунду, как могут некоторые камеры - как по мне, должно хватить) и не поджарить препарат. Но это не точно, надо проверять.

Кроме того, есть ведь фотокамеры современные, снимающие хотя бы Full HD cо скоростью порядка до 240 кадров в секунду - на край можно снять видео и извлечь кадры оттуда... Вообще и так немало снимков, вполне удачных, в сети, где фото с хорошо видными жгутиками- именно извлечение кадров из видео, причём часто как раз вполне обычного - 60 кадров/сек.

В общем, вариантов "на подумать" тут хватает, как обойтись без химии. Со временем руки дойдут проверить..

Какой красивый Euplotes

Если вариант с ватой Вам не подходит, а осмия нет, то есть несколько и других рекомендаций, достаточно бюджетных:
1. Соорудить аналог камеры (ака "давилки") Сковородкина.
2. Использовать какой-либо простой фиксатор, компоненты которого, обычно, есть в любой химической лаборатории. К таким смесям можно отнести, например, фиксатор Да-Фано, Кальций - формол (по Бейкеру) или жидкость Буэна. Однако, при использовании фиксаторов следует помнить, что у разных видов инфузорий может быть разная реакция на них. Какие -то клетки сильно разбухают, другие же могут попросту "лопнуть".
В подавляющем большинстве случаев в научных статьях используют фотографии как живого, так и фиксированного материала. Получить малоподвижную клетку в ряде случаев возможно просто подсушив каплю с клетками. Либо поискать клетки, которые передвигаются менее активно.

Спасибо!

Odal, спасибо, это больше похоже на правду, чем морфин... Все-таки, видимо самоделки со впышкой здесь рулят. Но даже если удаться подобрать доходящую вспышку и встроить ее в микроскоп, останется проблема темени при наведении. Вот если б был пульт который одновременно врубает затвор (и вспышку) и вырубает постоянный свет... Есть подозрение, что чем-то таким и пользуюстя "фотохудожники по инфузориям".

Проблем с ГРИП на инфузориях я особых не заметил. Возможно, потому что до сих про рассматривал ишь довольно мелкие виды. С другой стороны, для крупных можно употребить и объектив послабее, с меньшей апртурой. В обзщем пос равненибю с насекомыми тут проблема ГРИП остнро не стоит. Проема с низким контрастом имеет место быть, но она решаема. кстати очень неплохо справляется обычное светлое поле с максимально "жестким светом" (наподобие прямых солнечных лучей без матового фильтра). Некоторые варианты косого освещения тоже хорошо себя показали. В случае с вашими фотографиями реснички тоже были бы четко видны, если б их не размыло движением. В целом, четко контрастировать реснички - сильно меньшая проблема чем нежели их "остановить".

Относительно видеосъемки ваши рассуждения неверны. Частота кадров и длинна выдержки каждого кадра - совершенно разные вещи. По частоте кадров нельзя судить о "замораживающей способности" видео, надо смотреть именно на выдержку. Конечно выдержка не может быть длиннее продолжительности показа кадра, а вот короче - насколько угодно. Т. е. для видеоряда с 30 кадрами в секунду максимальна длина выдержки 1/30 с., что, согласитесь, кране много для запечатления быстрого движения. И даже 1/60 много, так что и видео с 60 кадрами в секунду, потенциально может быть безнадежно смазанным. Но стоит отметить, что видео, чтобы выглядеть четким, все же допускает куда больший смаз в движении мелких деталей, чем фото - такова особенность человеческого восприятия.

Так же Вы неправы относительность скорости движения жгутиков, будто бы для их "заморозки" достаточно 1/120 с. На самом деле скорость это сильно разнится, даже у одного организма в разных состояниях. Например, у эвглены зеленой порой жгутик практически останавливается, тогда можно фоткать и на 1/60. А жгутики хоанофлагеллят - просто реактивные турбины, никогда не замедляющиеся. Даже в публикациях профессионалов по этой группе редко можно встретить фотографии, где отчетливо видны жгутики, а не какой-о туманный конус вместо них. Мне, кстати, удалось их заморозить вспышкой, но только на минимальном ведущем числе, что при отсутствии точного перенаправления всего светового потока в конденсор дало весьма слабое освещение даже для объектива 40Х0,65, для 90Х1,25 получается вообще темень. Видимо, придется городить какую-то высокотехнологичную городуху, направляющую весь свет точно в цель. Но оставим это на потом, сейчас меня куда более интересуют микрофотографии насекомых слабыми объективами. Тему инфузорий я поднял исключительно по причине обнаружения на вашизс снимках той же проблемы, которая досадила в этом деле мне. В ближайшее время возвращаться к попыткам их фотосъемки не планирую. Так просто спросил с заделом на будущее.

Не знаю, что это (Яндекс по запросу "камера Сковородника" выдает какую-то дичь), но термин "давилка" настораживает. Большинство инфузорий давить никак нельзя - они от этого превращаются в бесформенную массу, при том что реснички продолжаю все так же работать. У меня есть пара видео давленных инфузорий, относительно которых я поначалу долго не мог понять, что это за уродцы такие попались, пока не пронаблюдал процесс раздавливания в динамике. Силы пружины иммерсионного объектива хватило.


В том-то и проблема: "какой-нибудь" фиксатор не годится, так как вызывает какие угодно реакции, кроме желаемой (остановки движения ресничек без малейшего нарушения формы, целостности и оптических свойств клетки). Непросто тут с подбором фиксатора.

Из этого абзаца становится совершенно ясно, что опыт работы с живыми инфузориями у вас околонулевой, и даже теоретического понимания этого дела нет. Вы даже не поняли (хотя я весьма ясно выразился), что проблема вообще не в передвижении клеток, а в двиении частьей клетки друг относительно друга. Это две большие разницы! Подсушивать каплю с живой инфузорией нельзя - осмотический шок ее разорвет. Высушивать вообще - уже тем более. Это вам не окраска бактерий по Грамму.

А нет здесь никакой проблемы. Сначала определяете предположительный вид или хотя-бы только род инфузории. Затем анализируете литературу. Предположим, что глубокоуважаемый Odal сфотографировал инфузорию, которая относится к роду Euplotes. Далее, не выходя из дома и не посещая библиотеку идём на scholar.google.com. Поисковик выдаёт нам много статей по инфузориям именно этого рода. Например:
1. Yeo J. H., Quintela-Alonso P., Jung J. H. New record of five Euplotes species (Protozoa, Ciliophora) collected from South Korea //Journal of Species Research. – 2023. – Т. 12. – №. 3. – С. 203-211.
2. Boscaro V. et al. What Can Environmental Sequences Tell Us About the Distribution of Low‐Rank Taxa? The Case of Euplotes (Ciliophora, Spirotrichea), Including a Description of Euplotes enigma sp. nov //Journal of Eukaryotic Microbiology. – 2019. – Т. 66. – №. 2. – С. 281-293.
3. Tang D. et al. Morpholino-mediated knockdown of ciliary genes in Euplotes vannus, a novel marine ciliated model organism //Frontiers in Microbiology. – 2020. – Т. 11. – С. 549781.
Смотрим раздел "Материалы и методы" и в статье (1) находим название фиксатора - жидкость Буэна (про который, кстати вам уже сегодня написали!). То есть, по крайней мере, для инфузорий рода Euplotes можно использовать фиксатор Буэна, который по составу очень простой. В разделе "Материалы и методы" ни в одной статье никаких особых методик про фотографирование не упоминается. Из контекста статьи (1) следует, что с помощью метода ДИК наблюдали и фотографировали инфузорий без фиксации. Потому что "living specimens", по моему мнению, никак не совместимы с применением фиксатора:
"For species identification, cells were fixed using Bouin’s fluid (Coats and Heinbokel, 1982), and the infraciliature was revealed by protargol (‘Procedure A’) and ‘wet’ silver nitrate methods(Foissner, 2014). Living and impregnated specimens were studied using a stereomicroscope (Olympus SZ11, Japan) and an optical microscope (Olympus BX53) at magnifications of 40-1000×."
Отрывок из статьи (2):
"The morphological characterization of strain MaS2 was carried by differential interference contrast (DIC) microscopy using an Axioplan 2 compound microscope (Zeiss, North York, Canada) and a Zeiss Axiocam 503 color digital camera, by Chatton–Lwoff silver nitrate staining (Gallagher and Kozloff 1971) and by fluorescent microscopy on specimens kept in 8 lg/ml DAPI-infused water solution (Lessard et al. 1996).
В статье (3) я вообще не нашёл описания методики наблюдения и фотографирования живых инфузорий, нет описания ни микроскопа, ни камеры. Есть только подпись к рисунку: "Cilia in Euplotes vannus. (A) DIC image showing the ventral side of a living E. vannus cell."
Во всех трёх вышеприведённых статьях, особенно в статье (2 и 3) представлены хорошие микрофотографии инфузорий с помощью метода ДИК, которые, скорее всего, не подвергались воздействию фиксатора. Ниже для примера изображены микрофотография из статей 2 и 3.

_________________
Микмед-2, Бимам, Биолам

Кстати протаргол обычно можно в аптеке изготовить заказать. Но не там где только торгуют, а там где еще и готовят препараты.

К большому сожалению аптечный протаргол не подходит для импрегнации соматической цилиатуры инфузорий. В 2013 (или 2014) году вышла статья, где предлагается метод самостоятельного приготовления протаргола. В большинстве статей сейчас как раз используют именно такой протаргол. Либо используют другой метод импрегнации, например, "влажный" метод с использованием нитрата серебра или карбонатное серебрение.

Ну, про серебрение все знают. Наверное, для науки хорошо. Однако я имел в виду снимки, на которых инфузория "как живая", а может, и на самом деле живая.

Miku, я так понимаю, вы специалист по ним? Так поведайте же у вас принято фотографировать живых или "свежеубиенных"?

Microbiologist, снизошли, наконец, до цитат, да еще и с картинками вместо того, чтоб посылать через ВПН в гугль-академию (иначе в ДНР не показывает). Похвально! Жаль в тех статьях, где юез фиксатора, ничего не сказано про выдержку и свет.

Вы мне льстите! Какой уж я специалист, так "околонулевой" опыт))

Глубокоуважаемый Odal здесь совершенно прав. Согласно литературным данным, у подавляющего большинства протистов жгутики или реснички волнообразно изгибаются с частотой не более 50 раз в секунду. Некоторые авторы приводят более скромное число - не более 40 раз в секунду. Трудность наблюдения жгутиков зависит сколько не от скорости их биения, сколько от строения самого жгутика. Жгутики у Euglena viridis покрыты мастигонемами, поэтому и хорошо видны. У большинства изученных Choanoflagellata мастигонемы на жгутике отсутствуют, поэтому их жгутик не так просто наблюдать, особенно в светлом поле без ФК или ДИК.

Анализ современных научных статей говорит как раз об обратном. При наблюдении методами ДИК или ФК в хороший современный исследовательский микроскоп с использованием высокоапертурного объектива масляной иммерсии, жгутик у хоанофлагеллят часто вполне хорошо виден. Иногда удаётся наблюдать и фотографировать даже отдельные микровилли (тентакулы) воротничка, диаметр которых находится на пределе разрешающей способности микроскопа. Например:
1. Carr M. et al. A six-gene phylogeny provides new insights into choanoflagellate evolution //Molecular Phylogenetics and Evolution. – 2017. – Т. 107. – С. 166-178.
Ссылка на статью: https://www.sciencedirect.com/science/a ... 0316302743
2. Larson B. T. et al. Biophysical principles of choanoflagellate self-organization //Proceedings of the National Academy of Sciences. – 2020. – Т. 117. – №. 3. – С. 1303-1311.
Ссылка на статью: https://www.pnas.org/doi/abs/10.1073/pnas.1909447117
3. Schiwitza S., Arndt H., Nitsche F. Four new choanoflagellate species from extreme saline environments: Indication for isolation-driven speciation exemplified by highly adapted Craspedida from salt flats in the Atacama Desert (Northern Chile) //European Journal of Protistology. – 2018. – Т. 66. – С. 86-96.
Ссылка на статью (доступна через sci-hub.ru): https://www.sciencedirect.com/science/a ... 391830066X

Ваше неудачное наблюдение и фотографирование жгутика у хоанофлагеллят было связано с тем, что вы использовали для наблюдения светлое поле. Нужно было использовать объектив масляной иммерсии с ФК или ДИК оптикой.

_________________
Микмед-2, Бимам, Биолам

Снова вы погрузились в пучину досужих домыслов. Признайтесь честно: вы их живьем видели?
У меня колония хоранофлагеллят заснята и на фото, и на видео, и глазом я на нее через окуляр смотрел. Жгутики хорошо из видно только при очень короткой вспышке. Глазом не видно, на видео не видно, а при вспышке видно. Очевилно, у моего микроскопа под действием вспышки кратковременно отрастает ФК или ДИК

По приведенным Вами фото не сказано, при каком освещении они сделаны. Вполне возможно, что при импульсным, на что намекают серьезные проблемы с экспозицией. Или же им в среду подлили какой-то химии. А вот примерно так выглядят живые бойкие хоанофлагелляты при постоянном свете:



ФК здесь никак не помог в деле "остановки" жгутиков, вместо них какие-то размытые конусы. Глаз видит их тоже в виде конусов, только слегка мерцающих. Очевидно, что эти жгутики работают НАМНОГО быстрее, чем обычно жгукик эвглены. Кстати, у эвглены он, как я уже писал, может работать с сильно разной скоростью, то ускоряясь, то замедляясь. А у хоанофлагеллят лупит постоянно на максимальной. На каком скоростном режиме замеряли работу жгутиков те, кто пишет о 50 биениях в секунду, я не ведаю. Но на самом деле это тоже много, ведь речь идет не дискретные видения с перерывами на 1/50 с, а о непрерывном. Вон, у языкана тоже 70-90 взмахов крыльев в секунду, но даже выдержки 1/2000 с недостаточно, чтобы их "заморозить", и глаз их тоже видит как размытое облачко. По-вашему там тоже не хватает ДИКа?

Неплохо бы ссылку дать хотя бы текстовую. Но сомневаюсь что там какой то другой протаргол. Поскольку протаргол это 2% раствор протеината серебра в воде для инъекций. Возможно для окраски инфузорий концентрация нужна выше или добавляют что то еще но тогда это уже не протаргол будет вероятно.

Товарищ ИНО, для меня ваш опыт абсолютно ничего не значит и вы для меня в этой области не являетесь авторитетом. Для того, чтобы наблюдать малоконтрастные структуры на пределе разрешения, необходим ФК или ДИК, а также определённые познания в этой области. Ни того, ни другого у вас нет. Положительного опыта по наблюдению малоконтрастных структур на пределе разрешения у вас НЕТ. В каких условиях снимались те фотографии, любой желающий может пойти по ссылкам и проверить. Без проблем можно найти видео движения жгутика хоанофлагеллят. В научных статьях можно найти довольно много видео-файлов, если хорошо поискать. Например, здесь:
Brunet T. et al. Light-regulated collective contractility in a multicellular choanoflagellate //Science. – 2019. – Т. 366. – №. 6463. – С. 326-334.
Ссылка на статью и видео: https://www.science.org/doi/full/10.112 ... ce.aay2346
Очень интересен видео-файл из этой статьи под названием File (aay2346_s3.mp4):
https://www.science.org/doi/suppl/10.11 ... 346_s3.mp4
Если вы с помощью своего старого оборудования с плохой оптикой что-то не можете увидеть, то это совсем не значит, что другие исследователи этого не видят.

Это намекает лишь на то, что вы никогда не работали по методу ДИК и мало понимаете принцип его работы. Очень сильный контраст (тёмно-серый фон и яркие белые засвеченные области на фото) - явный признак того, что сильно скрещены поляризационные фильтры с целью максимального усиления контраста. Учите матчасть!

_________________
Микмед-2, Бимам, Биолам